Acropora nana

1. 🌏 INTRODUCCIÓN

Acropora nana (Studer, 1879) es una de las aproximadamente 150 especies válidas del género Acropora y, dentro de él, uno de los representantes más manejables para un acuarista avanzado. Su epíteto específico —nanus, «enano»— describe con precisión su arquitectura: colonias compactas, de aspecto almohadillado (corimboso a cespitoso), formadas por ramas cortas y robustas de 20–40 mm de longitud y 10–20 mm de diámetro en la base, que rara vez superan los 30–40 cm de diámetro total. A diferencia de las acróporas de ramas largas y gráciles, A. nana construye estructuras densas donde la densidad de ramificación es alta y el espacio interno entre ramas, escaso.

El carácter diagnóstico en vivo es la combinación de coralitos axiales tubulares y prominentes (1,5–2,5 mm de diámetro) con coralitos radiales pequeños, aplanados y aplicados contra la rama, dispuestos en hileras irregulares y sin las paredes tubulares y sobresalientes típicas de A. humilis o A. millepora. El cenénquima presenta espínulas finas y densas que le dan un tacto áspero, casi de lija, muy distinto al de otras especies del género.

En el comercio se ofrece habitualmente como «Nana» o «Blue Nana». La coloración más frecuente es base crema, beige o marrón clara con puntas axiales azul cobalto, lila o violeta; existen también morfos verdes y, menos comunes, ejemplares de azul intenso casi uniforme (históricamente descritos como A. azurea). Esa coloración azulada de las puntas de crecimiento es un indicador útil: en ejemplares bien mantenidos las puntas se mantienen saturadas; si se apagan y el tejido basal palidece, hay un problema de estabilidad química o de iluminación.

Su tolerancia relativa no debe confundirse con facilidad. A. nana perdona mejor que otras acróporas pequeños desvíos de nutrientes (nitrato en 5–10 mg/L no la mata, aunque intensifica el tono marrón), pero es implacable con las oscilaciones de alcalinidad y con la falta de flujo: el tejido entre ramas es denso y propenso a necrosis basal por acumulación de detritos. Es, además, especialmente susceptible a Amakusaplana acroporae (gusano plano comedor de acróporas) y a Tegastes acroporanus (red bugs), que se refugian en la maraña de ramas cortas donde la inspección visual es difícil.

2. 🧬 TAXONOMÍA Y CLASIFICACIÓN

La identificación correcta exige examen esquelético. A. nana se separa de A. valida por la ausencia de coralitos radiales inmersos con aberturas diminutas y por el patrón de ramificación más compacto; de A. cerealis por el grosor y la longitud de las ramas (en cerealis son más finas y alargadas, con radiales más exertos); y de A. secale porque esta última desarrolla ramas curvas y anastosomadas con radiales muy numerosos. La presencia de un único coralito axial por rama, con radiales aplicados de paredes engrosadas, es la firma combinada de A. nana. La determinación molecular (gen mitocondrial putative control region) ha confirmado que muchos morfos cromáticos «azules» del Indopacífico pertenecen a esta misma entidad taxonómica, lo que explica la variabilidad de color observada en importaciones de distintas islas.

3. 🗺️ ORIGEN Y HÁBITAT EN EL ARRECIFE

Su distribución es indopacífica amplia: desde el Índico occidental y el mar Rojo hasta la Polinesia Francesa, con límite septentrional en las islas Ryukyu y meridional en la Gran Barrera de Coral. Las poblaciones que abastecen el comercio proceden mayoritariamente de Fiyi (grupo de Lau), Indonesia (Célebes, Raja Ampat), Filipinas y cultivos australianos.

En el arrecife ocupa un nicho muy concreto: lagunas someras y protegidas, llanuras arrecifales y la parte superior del talud (1–15 m, con máxima abundancia entre 3 y 10 m). Es característica de sustratos consolidados en zonas de circulación moderada pero constante, donde la velocidad del agua rara vez alcanza la turbulencia extrema de la cresta arrecifal expuesta. Con frecuencia forma parches monoespecíficos de decenas de colonias entremezcladas con Porites cylindrica, Seriatopora hystrix y otras acróporas corimbosas, ocupando microhábitats algo sombreados por colonias mayores. En esos ambientes la irradiancia difusa puede ser notablemente inferior a la de la superficie, y la temperatura oscila estacionalmente entre 25 y 30 °C, con picos de salinidad en lagunas someras.

Esta información ecológica se traduce directamente en el diseño del acuario. Primero, iluminación: PAR de 150–300 µmol·m⁻²·s⁻¹; bajo LED, ubicación en la mitad inferior o media de la columna, no en la cima. Con PAR superior a 400 el morfo azul tiende a blanquear las puntas. Segundo, flujo: movimiento alternante y moderado, con renovación de 20–30 veces el volumen del tanque por hora, evitando chorros directos y continuos sobre la colonia. Tercero, química: Ca 420–450 mg/L, KH 7,5–8,5 dKH (evitar fluctuaciones >0,5 dKH/día), Mg 1300–1350 mg/L, NO₃ 1–5 mg/L, PO₄ 0,03–0,08 mg/L, salinidad 35 g/L, temperatura 25–26 °C. Un dato específico: A. nana responde mal a la «limpieza extrema» del agua; en sistemas con NO₃ y PO₄ indetectables suele detener el crecimiento y mostrar necrosis basal, mientras que en tanques con nutrientes moderados y estables ramifica a 1–2 cm mensuales. La alimentación es opcional: captura fitoplancton y zooplancton de 50–200 µm, pero en acuarios con peces bien alimentados obtiene energía suficiente de fotosíntesis y compuestos disueltos.

4. 🌿 MORFOLOGÍA Y CARACTERÍSTICAS

Acropora nana (Studer, 1878) es una acrópora de porte corymboso y compacto: colonias en el arrecife de 20-40 cm de diámetro formadas por plaquetas horizontales de las que emergen ramas verticales cortas (8-15 mm de largo, 4-6 mm de diámetro). El nombre específico alude precisamente a ese tamaño reducido. La rama axial es pequeña y prominente, con un coralito axial de 2-2,5 mm de diámetro, y es la que marca el crecimiento apical de cada rama.

El rasgo diagnóstico frente a sus congéneres del complejo valida/secale —con las que se confunde habitualmente en el comercio— son sus coralitos radiales nariformes: cortos, aplanados contra la rama, con la abertura inclinada y de borde redondeado, de apenas 1 mm, dispuestos en hileras regulares. El coenosteum que los rodea presenta espínulas finas que le dan una textura ligeramente áspera al tacto, sin costas marcadas. Esa finura estructural explica su fragilidad: el esqueleto de aragonito es de baja densidad, con paredes delgadas, y se rompe con facilidad al manipularlo o al golpearlo contra la roca.

La coloración típica es de base crema, beige o marrón pálido, con los ápices axiales y las puntas de rama en azul cobalto, lavanda o violeta; existen morfos con pólipos verdosos. Ese azul de los ápices depende de proteínas fluorescentes que se degradan cuando los nitratos superan 10 mg/L o los fosfatos 0,15 mg/L: es el primer carácter que se pierde en un acuario con nutrientes altos, antes de que aparezca el oscurecimiento general de la colonia.

Los pólipos miden 0,8-1,2 mm de diámetro extendido, con tentáculos cortos y una corona de nematocistos débil. Su expansión es fundamentalmente nocturna; la extensión diurna sostenida suele indicar agua rica en materia orgánica disuelta o respuesta a alimentación con fitoplancton y aminoácidos. Las zooxantelas asociadas son Symbiodinium del clado C (tipos C1/C3, los habituales en Acroporidae), con densidades típicas de 1,5-2,5 × 10⁶ células·cm⁻² y 2-4 µg de clorofila a·cm⁻², que aportan la mayor parte del carbono de la colonia. Precisamente por esa densidad elevada y por el grosor mínimo del tejido coenosarcal, A. nana blanquea muy rápido: a 30-31 °C durante 24-48 h se produce expulsión masiva de simbiontes y, a menudo, necrosis tisular rápida (RTN) en 12-24 h más.

5. 💧 PARÁMETROS, ILUMINACIÓN Y FLUJO

Más que los valores absolutos, esta especie penaliza la deriva: una subida de KH de 1 dKH en pocas horas produce quemazón en los ápices en 48 h, y un descenso de salinidad de 2 ppt por reposición defectuosa provoca desprendimiento de tejido en las bases de las ramas. Con un reactor de calcio o un dosificador, la pauta segura es mantener KH entre 7,8 y 8,2 y revisar el consumo diario: una colonia de 15 cm consume del orden de 0,5-0,8 dKH/día en agua con calcio a 430 mg/L.

En iluminación, A. nana admite PAR alto siempre que el flujo lo acompañe; por debajo de 250 µmol·m⁻²·s⁻¹ las ramas se alargan y se abren (crecimiento etiolado) y el azul de los ápices se apaga. En cuanto al flujo, la clave es la turbulencia intermitente: las ramas finas necesitan renovación de agua para el intercambio de CO₂ y para arrastrar mucus, pero una corriente laminar continua de más de 40 renovaciones/hora erosiona el coenosarcum del lado de incidencia en 2-3 semanas.

6. 🪨 COLOCACIÓN, CRECIMIENTO Y FRAGGING

Colocación: en el tercio superior del acuario, a 20-30 cm de la superficie con LED de 250-350 W, orientada ligeramente de través respecto a la corriente principal. Deja un margen libre de 8-10 cm alrededor: A. nana pierde casi siempre las contiendas territoriales frente a Galaxea, Lobophyllia o Hydnophora, y también es sobrecrecida por Montipora incrustante. Fíjala con masilla epoxi o cianoacrilato gel; no la presiones contra la roca, porque las ramas basales se fracturan.

Aclimatación luminosa: empieza al 50 % de la intensidad final y sube un 10 % semanal durante 4 semanas; un salto directo a 500 µmol·m⁻²·s⁻¹ sobre una colonia procedente de luz baja provoca fotoinhibición y blanqueo parcial de los ápices en 5-7 días.

Crecimiento: con parámetros estables, la extensión apical es de 1-2 cm al mes por rama; un esqueje de 3 cm incrusta la base en 2-3 semanas y emite la primera ramificación lateral a las 4-6 semanas, formando una plaqueta de 12-15 cm en 12-18 meses. La tasa depende más del KH estable y del flujo que de la alimentación.

Fragging: corta con alicates de hueso o sierra de banda diamantada en un corte limpio, nunca aplastando el tejido, y deja al menos 1 cm de esqueleto por debajo de la zona viva del fragmento. Usa fragmentos de 2-4 cm con un coralito axial completo y varias ramas radiales; los fragmentos de una sola punta sin base tardan el doble en incrustar. Realiza el corte fuera del agua el menor tiempo posible (menos de 60 s) y devuelve el fragmento inmediatamente al agua. Sumérgelo en un baño de yodo (3-5 gotas de Lugol por litro, 10-12 min) o en un dip comercial de coral, agítalo suavemente para arrastrar mucus y móntalo en un tapón o roca curada con cianoacrilato gel.

Post-fragging: 5-10 días en zona de flujo moderado (15-20 renovaciones/hora) y PAR de 250-350 µmol·m⁻²·s⁻¹; la incrustación se inicia a los 7-14 días. No fraggues una colonia recién llegada, ni dos veces en menos de 3 semanas: la herida abierta es la vía de entrada de Amakusaplana acroporae (gusano plano devorador de acróporas) y de Tegastes acroporanus (red bugs). Revisa cada fragmento a contraluz antes de montarlo: los gusanos planos son translúcidos y de 2-3 mm, y las picaduras de red bugs dejan los pólipos retraídos de forma irregular con puntos rojizos visibles con lupa 10×.

7. 🤝 COMPATIBILIDAD CON PECES E INVERTEBRADOS

Acropora nana construye colonias corymbose-estipitadas de ramas muy cortas (10-20 mm de diámetro, 5-10 cm de altura en acuario) con córalitos axiales dominantes y tejido coenosarcal fino. Esa arquitectura compacta la hace más resistente al oleaje que otras acras, pero en el acuario significa dos cosas: el tejido se desgarra con facilidad ante bocados o apoyo de peces, y una rama dañada expone coenosarco que se necrosa con rapidez. Es, además, una de las acras de crecimiento más rápido en cultivo (2-4 mm de rama al mes con parámetros estables), lo que le permite recuperar tejido pero también la convierte en blanco frecuente de peces «exploradores».

• Peces a evitar sin excepción. Centropyge loricula, C. acanthops y C. bispinosus picotean pólipos de forma intermitente; con A. nana el daño se concentra en las puntas axiales y produce retracción crónica y pérdida del color azul-violeta de los ápices. Los chaetodóntidos coralívoros obligados (Chaetodon trifasciatus, C. ornatissimus, C. lunulatus) la consumen en días. Acreichthys tomentosus, usado contra Aiptasia, está documentado ramoneando acropóridos de rama fina; los lábridos del género Thalassoma y los Coris voltean fragmentos y desprenden ramas al buscar crustáceos. Puffers (Canthigaster), balístidos y scaridos son incompatibles por mordida directa.
• Peces seguros. Antias, Chromis, gobios (Gobiodon vive entre ramas sin dañarlas), Ecsenius distintos del bicolor, cirujanos del género Ctenochaetus (raspan algas del esqueleto muerto, no del tejido vivo), Zebrasoma y la mayoría de lábridos pequeños tipo Cirrhilabrus. Los hawkfish (Cirrhitichthys) se posan sobre la colonia y pueden fracturar ramas finas por peso, no por depredación.
• Cangrejos comensales: no eliminarlos. Trapezia cymodoce y Tetralia glaberrima son simbiontes obligados de Acropora: defienden la colonia de Drupella y de la estrella Acanthaster planci. Si llegan en una colonia maricultivada, son un activo, no una plaga.
• Invertebrados problemáticos. Stenopus hispidus roba alimento y camina sobre los pólipos; caracoles Drupella cornus y D. fragum (frecuentes en importaciones del Indo-Pacífico) devoran tejido de arriba abajo y deben revisarse noche a noche. Erizos como Echinothrix diadema raspan coenosarco. Anémonas errantes (Entacmaea, Macrodactyla) y corales con tentáculos barredores largos (Galaxea, Euphyllia, Catalaphyllia) matan ramas enteras en una noche. Palythoa y coralinomorfos la sobrecrecen por la base. Camarones limpiadores
  

  10. 💎 CONSEJOS DEL EXPERTO

  Acropora nana no es un coral para iniciar un acuario SPS. Su ramificación compacta, con ramas cortas y coralitos axiales muy marcados, la hace especialmente sensible a los cambios bruscos de alcalinidad y a los picos de temperatura. En condiciones estables crece formando colonias densas, a menudo con puntas azuladas, violetas o crema; en cuanto algo se desvía, responde con palidez, retracción de pólipos o necrosis basal. La clave no es “mantener parámetros”, sino mantenerlos sin oscilaciones.

  Fija la alcalinidad en 7,5-8,2 dKH y evita variaciones superiores a 0,2-0,3 dKH en 24 horas. Un error habitual es ajustar el kH mirando solo el pH: mide con un kit preciso o con un monitor de alcalinidad y dosifica con bomba peristáltica. La salinidad debe estar en 34,5-35,0 ppt (1,025-1,026), con refractómetro calibrado; la reposición de agua de ósmosis debe ser automática y no manual. Mantén la temperatura en 25,0-26,0 °C, con controlador y alarma a 27,5 °C. Para A. nana, más que un valor alto, importa un valor constante.

  Iluminación: colócala en el tercio superior, con PAR de 300-450 µmol/m²/s y fotoperiodo de 10-12 horas. Si viene de cultivo, aclimata desde 180-220 PAR durante cuatro a seis semanas. Un exceso repentino produce blanqueamiento de puntas; una luz insuficiente la vuelve marrón y alarga las ramas. El flujo debe ser aleatorio y fuerte, equivalente a 25-40 veces el volumen del acuario por hora, pero sin chorro laminar directo sobre la colonia. Un gyre bien orientado y una salida alterna funcionan mejor que una bomba fija apuntando a la rama.

  Nutrientes: apunta a NO₃ 3-8 ppm y PO₄ 0,03-0,07 ppm. No la mantengas en un sistema ultrapobre de forma prolongada: A. nana se vuelve pálida y pierde tejido con NO₃ por debajo de 1 ppm durante semanas. Con NO₃ por encima de 15 ppm y PO₄ superior a 0,12 ppm, la colonia se oscurece y aparecen algas en la base. Alimenta con microplancton de 50-200 µm, rotíferos o copépodos dos veces por semana, y suspende la alimentación si el skimmer no responde. No doses aminoácidos a ciegas: mide nitrato y fosfato antes y después.

  Cuarentena y plagas: Acropora nana es un imán para gusanos planos depredadores de Acropora (AEFW), Tegastes acroporanus (red bugs) y nudibranquios. Haz una inmersión de cuarentena con yodo o cloruro de potasio según protocolo, revisa la base y las axilas de las ramas con lupa, y repite la inspección a los 7 y 14 días. Los huevos de AEFW no los elimina el baño: si ves puestas, elimina la rama afectada. Cuarentena de cuatro semanas antes de incorporarla al sistema principal. No compartas pinzas entre acuarios sin desinfectar.

  Colocación y fragging: sepárala al menos 10-15 cm de otras Acropora para evitar alelopatía y sombreado. Fíjala con epoxi o cianoacrilato en una base estable, sin enterrar el tejido vivo. Para fragmentar, corta ramas de 2-3 cm con alicate de coral, conserva un coralito axial y pega el fragmento en posición vertical. Deja curar 7-10 días con flujo medio y luz algo reducida. No fragües durante cambios de temperatura o después de un bajón de kH: la cicatrización se retrasa y la necrosis basal es más probable.

  Cambios de agua: 10 % semanal con salinidad y temperatura igualadas. Usa carbón activo si hay alelopatía, pero no lo cambies el mismo día que ajustas la alcalinidad. Mantén el magnesio en 1300-1380 ppm y el calcio en 420-450 ppm. Si usas método Balling, comprueba la relación kH/Ca: un consumo desequilibrado suele avisar de precipitación o de crecimiento rápido. No persigas valores de revista: persigue estabilidad medida.

  11. 📅 CALENDARIO DE CUIDADOS

  Estación	Estabilidad y parámetros	Alimentación	Inspección y mantenimiento	Luz y flujo
  Primavera	kH 7,5-8,2; temperatura 25,0-26,0 °C; revisar consumo de Ca y Mg tras el invierno.	Rotíferos o copépodos 2 veces/semana; NO₃ 3-8 ppm y PO₄ 0,03-0,07 ppm.	Inspección semanal de axilas y base; baño preventivo solo si hay sospecha; cambio de carbón cada 3-4 semanas.	PAR 300-400; fotoperiodo 10-11 h; flujo aleatorio 25-35x.
  Verano	Controlar temperatura máxima: alarma a 27,5 °C; nunca subir kH más de 0,2/día; salinidad 35 ppt.	Reducir alimentación si sube PO₄; mantener microplancton 1-2 veces/semana.	Vigilar necrosis por calor y AEFW; revisar bombas y rejillas; cambio de agua 10 % semanal.	PAR 350-450; fotoperiodo 10-12 h; flujo 30-40x con gyre alterno.
  Otoño	Estabilizar kH tras el verano; comprobar Mg 1300-1380 y Ca 420-450; calibrar refractómetro.	Mantener NO₃ 3-8 ppm; aminoácidos solo si NO₃ bajo y colonia pálida.	Revisión de plagas antes de cerrar ventanas; fragmentar solo colonias sanas; limpiar skimmer.	PAR 300-400; reducir 30 min de fotoperiodo si hay algas; flujo 25-35x.
  Invierno	Evitar bajadas de temperatura por debajo de 24,5 °C; usar calentador con controlador; kH estable.	Alimentación 2 veces/semana; no sobrealimentar con el acuario más cerrado.	Inspeccionar base y coralitos axiales; revisar epoxi y fijaciones; cambio de agua 10 % semanal.	PAR 300-450; fotoperiodo 10-12 h; flujo 25-35x sin corrientes frías directas.

  12. ✅ CONCLUSIÓN

  Acropora nana recompensa a quien trabaja con método: alcalinidad estable, salinidad medida, temperatura controlada, flujo aleatorio fuerte y cuarentena real. Es más exigente que muchos SPS de cultivo y perdona poco los errores de aclimatación o las plagas ocultas. Si puedes mantener kH 7,5-8,2, NO₃ 3-8 ppm, PO₄ 0,03-0,07 ppm y PAR 300-450 sin oscilaciones, tendrás una colonia compacta y de crecimiento fiable. Si no puedes garantizar esa estabilidad, no la introduzcas todavía: en A. nana, la diferencia entre éxito y necrosis basal suele ser una variación evitable.

  ❓ PREGUNTAS FRECUENTES

  ¿Cómo distingo Acropora nana de A. valida o A. secale?

  Es la confusión más habitual del género en acuariofilia. A. nana (Studer, 1879) forma colonias compactas y corimbosas con ramas finas (5–12 mm de diámetro basal) que se afilan marcadamente hacia el ápice. El corallito axial es grande, con pared engrosada y muy evidente, y el cenénquima que lo rodea es áspero, con espínulas finas y sin costas definidas. Los corallitos radiales son cortos, apresados y de dos tamaños, con axiales incipientes dispersos entre ellos. A. valida presenta ramas más gruesas, radiales más tubulares y largos, y colonias más abiertas; A. secale muestra aberturas radiales redondeadas y regulares con menos afilamiento apical. El color típico de nana es crema o marrón claro con ápices violeta-azulados.

  ¿Qué parámetros químicos exactos necesita?

  Temperatura 25–26 °C (nunca por encima de 28 °C de forma sostenida), salinidad 35 g/L (34–36), pH 8,1–8,4, alcalinidad 7–9 dKH con la mayor estabilidad posible (±0,3 dKH/día), calcio 410–450 mg/L, magnesio 1300–1380 mg/L y potasio 380–420 mg/L. Nitrato 1–5 mg/L y fosfato 0,02–0,06 mg/L: valores indetectables provocan palidez y luego necrosis basal, mientras que por encima de 15–20 mg/L de NO₃ la colonia vira a marrón. Mantén yodo y estroncio solo si los mides; no son imprescindibles. La clave no es el valor absoluto, sino la ausencia de oscilaciones: esta especie responde a cambios de KH con RTN en 24–72 horas.

  ¿Cuánta luz y corriente requiere?

  PAR de 250–450 µmol·m⁻²·s⁻¹ con espectro rico en azul (420–460 nm) y fotoperiodo de 10–12 horas. Con LED, sitúala en la mitad superior del acuario o bajo T5 de 6–8 tubos; por debajo de 150 µmol·m⁻²·s⁻¹ pierde el violeta de los ápices y se oscurece. El movimiento debe ser fuerte, aleatorio y alternante, con renovación de 25–40 veces el volumen del tanque por hora mediante bombas cruzadas o modo aleatorio; un flujo laminar unidireccional la deforma y favorece la acumulación de detritus en la base, punto de arranque de las infecciones bacterianas.

  ¿Por qué se vuelve marrón o pierde el color azul de las puntas?

  El oscurecimiento es casi siempre un aumento de zooxantelas por exceso de nutrientes (NO₃ > 10 mg/L, PO₄ > 0,1 mg/L) o por luz insuficiente; corrige primero el fosfato con resinas o refugio de macroalgas. Si la colonia se aclara en lugar de oscurecerse, sospecha lo contrario: nutrientes a cero, yodo bajo, choque térmico o luz demasiado intensa sin aclimatación. El violeta de los ápices es pigmento protector y se recupera en 3–6 semanas con PAR adecuado y NO₃ en 2–5 mg/L. Revisa también la lámpara: el desplazamiento espectral de los LED con los años reduce el azul útil.

  ¿Qué plagas y enfermedades la afectan?

  El gusano plano depredador de Acropora (Prosthiostomum acroporae) causa placas blanquecinas de tejido muerto en la base y en la cara inferior de las ramas; se detecta con sifón y baño de yodo (5 ml/L, 5–8 minutos) o CoralRX. El copépodo Tegastes acroporanus produce puntos rojos y decoloración difusa en la base de las ramas, tratable con interceptor (milbemicina) en cuarentena. La RTN y la STN suelen desencadenarse por picos de alcalinidad, temperatura > 28 °C o heridas de manipulación; fragmenta siempre por delante del frente necrótico, en tejido sano, y descarta la parte afectada.

  ¿Cómo la fragmento y cuánto crece?

  Corta esquejes de 3–5 cm con cortaalambres de joyería, siempre por una bifurcación, y fíjalos con cianoacrilato gel sobre un soporte de cerámica seco. Deja 3–4 semanas de cicatrización con flujo medio y sin competencia. En condiciones óptimas crece 1–3 cm al mes en cada rama y coloniza el soporte en 2–4 meses; la ramificación se acelera con KH estable y alimentación de fitoplancton. Aclimata la luz con 40–50 % de la intensidad final durante dos semanas bajo malla o subiendo la rampa. Mantén 15–20 cm de distancia frente a otros corales: es agresiva por alelopatía.

  📚 REFERENCIAS

  • Studer, T. (1879). Übersicht der Anthozoa Alcyonaria, welche während der Reise S.M.S. Gazelle um die Erde gesammelt wurden. Monatsberichte der Königlich Preussischen Akademie der Wissenschaften zu Berlin, 1878: 632–688.
  • Wallace, C.C. (1999). Staghorn Corals of the World: A Revision of the Genus Acropora. CSIRO Publishing, Collingwood, 421 pp.
  • Veron, J.E.N. (2000). Corals of the World, Vol. 1. Australian Institute of Marine Science, Townsville.
  • Borneman, E.H. (2001). Aquarium Corals: Selection, Husbandry and Natural History. TFH Publications / Microcosm, Neptune City.
  • Delbeek, J.C. & Sprung, J. (2005). The Reef Aquarium, Vol. 3: Science, Art and Technology. Ricordea Publishing, Coconut Grove.
  • Baird, A.H., Guest, J.R. & Willis, B.L. (2009). Systematic and biogeographical patterns in the reproductive biology of scleractinian corals. Annual Review of Ecology, Evolution, and Systematics, 40: 551–571.

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