Acropora loripes

1. 🌏 INTRODUCCIÓN

Acropora loripes (Brook, 1892) es una acrópora de morfología corymbosa a caespitosa: colonias compactas, de ramas gruesas y cortas que se fusionan en la base formando a veces platos incipientes con los bordes levantados y anastomasados. El epíteto específico (del latín lorum, «correa», y pes, «pie») alude, con toda probabilidad, al aspecto aplanado y estriado que adoptan las ramas en las colonias maduras de aguas someras. No es, ni de lejos, una de las acróporas más vistosas del género en cuanto a color —predominan los cremas, gris-azulados, marfil y pardos claros, con ápices que contrastan en azul, lila o crema—, pero sí una de las más robustas y predecibles en acuario, razón por la cual se ha ganado un hueco estable en la afición avanzada como «SPS de transición».

Su interés zootécnico reside en tres rasgos concretos. Primero, su tasa de crecimiento: en condiciones óptimas produce 1,5–3 cm de rama nueva al mes, con ramificación dicotómica densa y fuerte coralina basal, lo que la hace relativamente fácil de fijar y de fragmentar. Segundo, su tolerancia relativa a parámetros no perfectos: soporta mejor que A. tenuis, A. formosa o A. millepora pequeñas oscilaciones de nutrientes (NO₃⁻ 2–10 mg/L) y de alcalinidad, siempre que el KH se mantenga estable. Tercero, su respuesta diagnóstica clara: ante estrés lumínico o de flujo, la colonia se «apaga» a un pardo uniforme o blanquea en la base antes de mostrar otros signos, lo que la convierte en un indicador útil.

No obstante, sigue siendo una acrópora: exige KH 7,5–8,5 dKH sin fluctuaciones diarias superiores a 0,3, Ca 420–450 mg/L, Mg 1300–1400 mg/L, salinidad 34–35 ppt, temperatura 24,5–26,5 °C y nutrientes detectables pero bajos (PO₄³⁻ 0,02–0,08 mg/L). Con esas bases cubiertas, A. loripes es una especie franca y de evolución lenta pero segura, poco propensa a los colapsos súbitos por RTN que sufren otras especies del género cuando se mueven o se manipulan.

2. 🧬 TAXONOMÍA Y CLASIFICACIÓN

La determinación a nivel de especie dentro de Acropora depende del coralito radial, no del color ni del hábito. En A. loripes los radiales son nariformes —con forma de ventana u ojal—, con la pared inferior muy gruesa, redondeada y extendida hacia fuera, y la superior reducida o ausente; aparecen densamente empaquetados y apresados a la rama, lo que confiere a la superficie una textura perforada y lisa al tacto, sin espículas sobresalientes. Los axiales son pequeños, poco prominentes y de diámetro netamente inferior al de los radiales adyacentes, un rasgo que la separa de A. florida (axiales mayores y ramas más finas) y de A. parilis (radiales más exertos y redondeados).

En el comercio se ha confundido con frecuencia con A. nobilis, A. rosaria y formas pálidas de A. florida; la única verificación fiable es la observación del coralito radial en un fragmento seco o con lupa de 10–20 aumentos. Wallace (1999) la sitúa en el grupo florida por la combinación de ramificación corymbosa, radiales apresados y ausencia de coralitos inmersos en la zona media de la rama.

3. 🗺️ ORIGEN Y HÁBITAT EN EL ARRECIFE

Especie ampliamente distribuida en el Indo-Pacífico: desde el mar Rojo y el África oriental (con registros que algunos autores atribuyen a A. hemprichii) hasta Samoa y la Gran Barrera de Coral, incluyendo el golfo de Adén, Maldivas, Indonesia, Filipinas, mar de Coral, Ryukyu (Japón) y Nueva Caledonia. No alcanza las Hawái ni el Pacífico oriental.

Su nicho es muy característico y explica su comportamiento en cautividad. Ocupa preferentemente planicies arrecifales someras, lagunas interiores y la vertiente posterior del arrecife (back-reef), entre 0,5 y 20 m, siendo más abundante entre 2 y 10 m. Prospera donde otras acróporas se rinden: aguas con cierta turbidez, ligera carga de sedimentos, temperatura que oscila estacionalmente entre 24 y 30 °C y salinidad que puede bajar puntualmente a 32 ppt tras lluvias intensas. En esos ambientes forma parches monoespecíficos o mixtos con A. aspera, A. pulchra, Montipora spp. y Porites ramificados.

Hidrodinámicamente prefiere flujo moderado a fuerte pero no rompiente extrema: se la encuentra en zonas batidas por oleaje de intensidad media y en canales con corriente unidireccional, pero rara vez en la cresta expuesta donde dominan A. humilis o A. gemmifera. La irradiancia en sus hábitats típicos es elevada (PAR superficial superior a 1200 µmol·m⁻²·s⁻¹ a mediodía, con difusión rápida en profundidad por la turbidez); por eso en acuario tolera bien posiciones altas, con PAR 250–450 µmol·m⁻²·s⁻¹ y fotoperiodo de 10–12 h, y suele aclarar el color —perdiendo el contraste de ápices— si se baja de 150 µmol·m⁻²·s⁻¹.

Un detalle relevante para el montaje: en el arrecife, A. loripes crece a menudo sobre sustrato consolidado y en zonas de sombra parcial de otras colonias, lo que se traduce en una menor agresividad por espacio que otras acróporas y en una excelente tolerancia al contacto con vecinas no agresivas. En el acuario conviene replicar esa condición: colocación en el tercio superior con flujo alterno e intermitente (dos bombas en oposición, 20–30× el volumen del tanque por hora), sin impacto directo y continuo de una sola corriente, que provoca crecimiento unilateral y base blanqueada. Evítese el contacto con Galaxea, Euphyllia y zoantídeos, cuyos tentáculos de barrido la necrosan en horas.

Su reproducción es hermafrodita simultánea con desove sincronizado, ligado a la temperatura y al ciclo lunar; en acuario la fragmentación mecánica es el método realista, con cicatrización basal en 10–20 días y primeros brotes axiales a las 3–5 semanas si el KH y el yodo se mantienen estables.

4. 🌿 MORFOLOGÍA Y CARACTERÍSTICAS

Acropora loripes (Brook, 1892) es una acrópora corymbosa-caespitosa, no una mesa verdadera: sus ramas, de 10-20 mm de grosor, se estrechan hacia el ápice, se curvan hacia arriba y se fusionan lateralmente, generando colonias en cojín compacto de 30-60 cm en el arrecife y de 10-25 cm en acuario. El epíteto loripes («pie de correa») alude al coralito axial acopado y de labio expandido que remata cada rama. No la confundas con A. hyacinthus o A. cytherea (mesas con ramas horizontales y coralitos axiales numerosos) ni con A. tenuis (ramas finas y alargadas): loripes destaca por la disposición dimidiada de sus coralitos radiales y por la aparición de coralitos axiales incipientes alineados en hileras a lo largo de los bordes de la rama, lo que da una silueta aserrada inconfundible.

El coralito axial mide 3-5 mm de diámetro, con pared gruesa y tubular; los radiales son nariformes (con forma de ventana), apretados y con paredes redondeadas, uniformes en casi toda la rama. El coenosteum es reticulado y perforado, con espínulas finas, y el coenosarc es notablemente delgado: por eso el tejido se desgarra con facilidad ante chorros laminares directos o manipulaciones bruscas. Los pólipos son pequeños (≈1 mm), totalmente retráctiles; durante el día la colonia aparece «pelada» y solo con la luz apagada o tras alimentación con fitoplancton/gel de coral se aprecian los tentáculos y los tentáculos labiales. La retracción diurna intensa es fisiológica: no la interpretes como necrosis.

Las zooxantelas son Symbiodiniaceae, con poblaciones dominadas por Cladocopium (clado C), y densidad simbionte muy variable según morfo. Los ejemplares azul-violeta o lavanda con ápices crema presentan menor densidad de algas (coloración más «limpia» pero mayor dependencia de la luz y de la alimentación heterótrofa), mientras que los morfos verdes y crema son más ricos en simbiontes y más tolerantes a luz moderada. Esta plasticidad explica el cambio de color a marrón en 4-8 semanas si baja el PAR o suben los nutrientes.

5. 💧 PARÁMETROS, ILUMINACIÓN Y FLUJO

A. loripes procede de hábitats variados —laderas superiores, lagunas y zonas con cierta turbidez—, lo que la convierte en una de las acróporas más tolerantes a nutrientes moderados: mantiene color y crecimiento con NO₃ 5-10 mg/L, a diferencia de A. hyacinthus. El límite real no son los nutrientes sino la estabilidad del KH: fluctuaciones de 1 dKH en 48 h producen necrosis basal en 5-10 días. Mantén el carbonato con dosificadora peristáltica y verifica con test de precisión (±0,1 dKH) semanalmente.

En iluminación, el morfo azul necesita 350-450 µmol·m⁻²·s⁻¹ de pico para no virar a marrón, pero la aclimatación debe ser lenta: comienza a 150-200 µmol·m⁻²·s⁻¹ y sube 30-40 µmol por semana durante un mes. El exceso de luz con nutrientes bajos (PO₄ <0,02) provoca ápices blanquecinos sin tejido, distintos del crecimiento activo (que muestra ápices pálidos pero con coralito y pólipos). En flujo, prefiere movimiento cruzado y cambiante: bomba de gyre con inversión cada 6-12 h o dos bombas en oposición. Un chorro constante sobre la colonia erosiona el coenosarc entre ramas y abre la puerta a infecciones bacterianas.

6. 🪨 COLOCACIÓN, CRECIMIENTO Y FRAGGING

Colocación: fija la colonia o el frag sobre roca viva consolidada, en el tercio medio-alto (20-40 cm bajo la superficie con LED de 200-300 W), nunca en la arena ni en una piedra móvil. Su forma corymbosa se expande horizontalmente y proyecta sombra: deja 12-15 cm de radio libre y no la sitúes inmediatamente por debajo de estaghorns de crecimiento rápido (A. muricata, A. cervicornis), que la sombrearán en 3-4 meses. Tampoco la pegues a ras de una pared: necesita agua por toda la cara inferior, y en zonas de flujo muerto aparecen algas filamentosas en la base, primer paso de la necrosis basal.

Crecimiento: tras el encrustamiento inicial (2-4 semanas), la colonia emite ramas nuevas de forma exponencial durante 6-10 meses. En condiciones óptimas, la extensión horizontal ronda 0,8-1,2 cm/mes y un frag de 3 cm alcanza 10-12 cm en 12-18 meses. La morfología es plástica y útil como indicador: con flujo fuerte desarrolla ramas cortas, gruesas y muy fusionadas; con flujo débil, ramas alargadas, finas y poco fusionadas, más frágiles y propensas a la fractura. Registra el crecimiento con foto cenital mensual: es la única forma de detectar una parada de crecimiento por KH bajo antes de que aparezca la necrosis.

Fragging: usa cortaalambres de hueso o disco de diamante a baja velocidad, siempre con el coral fuera del agua el menor tiempo posible. Corta fragmentos de 2,5-3,5 cm en una bifurcación, conservando al menos un coralito axial completo; nunca seccione el axial por la mitad ni aplaste el esqueleto, porque el tejido necrótico del corte es la vía de entrada de Vibrio y de ciliados. Seca brevemente la base del corte con papel de cocina y fija con cianoacrilato en gel sobre un disco de cerámica ancho (no en tapón cónico: la base corymbosa necesita apoyo).

Antes de fijar, haz un baño de yodo (o dip comercial a base de KCl) de 5-8 minutos y revisa el fragmento a contraluz con lupa: A. loripes es especialmente susceptible a Amakusaplana acroporae (gusano plano devorador de acróporas) y a Tegastes acroporanus (red bugs). Elimina las puestas del gusano plano —masas marrones de 1-2 mm en la base de las ramas— con un cepillo suave; los baños no las matan. Sopla el fragmento con jeringa o pavo durante la primera semana para evitar acumulación de moco. La cicatrización tarda 7-14 días y el primer axial nuevo aparece a las 3-6 semanas; no manipules ni reposiciones el frag antes de ese momento. Extrae fragmentos de la periferia de la colonia madre, nunca del centro, y jamás más de un tercio de su

7. 🤝 COMPATIBILIDAD CON PECES E INVERTEBRADOS

Acropora loripes no es una acrópora de ramas finas: forma colonias corimbosas compactas, con ramas de 1,5-2,5 cm de grosor y longitud corta, coralitos tubulares de paredes gruesas y un coenosarc bastante robusto. Esa arquitectura cerrada crea microcavidades entre ramas donde se refugian simbiontes, pero también acumula sedimento y restos, lo que condiciona por completo qué compañeros de tanque tolera.

Peces que debes descartar sin excepciones. Chaetodon trifascialis es corallívoro obligado de Acropora y arrasa una colonia en días; Chaetodon plebeius retira pólipos precisamente de Acropora y Pocillopora, y Oxymonacanthus longirostris (pez lima arlequín) se alimenta en exclusiva de pólipos de Acropora y muere de inanición en cualquier otro tanque. Chaetodon lunulatus también muerde, aunque de forma menos sistemática.

Los ángeles enanos (Centropyge loriculus, C. eibli, C. bispinosus) picotean moco y tejido: A. loripes aguanta mejor que A. tenuis o A. millepora por el grosor del coenosarc, pero cada mordisco abre una puerta de entrada a RTN. Los góbidos del género Gobiodon viven entre las ramas y son tolerables, aunque su roce constante mantiene los pólipos cerrados en esa zona. Zebrasoma flavescens es un riesgo medio: pasta algas, pero lame coenosarc si le falta alimento vegetal. Anthias, Cirrhilabrus, Pseudanthias y Ctenochaetus son seguros.

Invertebrados. La colonia alberga de forma natural cangrejos del género Tetralia (simbiontes obligados de Acropora): consumen moco y defienden activamente la colonia frente a Drupella y pequeños Acanthaster. Son un activo, no una plaga. Lysmata amboinensis, Trochus, <

10. 💎 CONSEJOS DEL EXPERTO

Acropora loripes (Brook, 1892) es una especie corymbosa-caespitosa de ramas gruesas y afiladas, con coralitos radiales tubulares y muy apretados que le dan ese aspecto de «cepillo de botella». En la naturaleza habita lagunas someras y arrecifes interiores turbios entre 0 y 20 m, y esa procedencia explica su tolerancia comparativamente alta a nutrientes y sedimento. Los siguientes puntos son los que marcan la diferencia entre mantenerla viva y hacerla crecer.

• Compra con base encrustada. Exige fragmentos con al menos 4-6 semanas de base adherida al esqueleto. El coenosarco de A. loripes es liso y fino en la zona basal, y los cortes frescos cerca del tejido vivo son la principal puerta de entrada de necrosis bacteriana en las dos primeras semanas.
• Cuidado con los «red bugs». Tegastes acroporanus prefiere precisamente acropóridos de coenosarcos liso como A. loripes, A. millepora y A. valida. Si observas pérdida de color en parches con pólipos cerrados y puntitos amarillos-anaranjados de 0,5 mm, es esto y no un problema de parámetros. Tratamiento con milbemicina en sistema de cuarentena, nunca en el acuario principal.
• Inspección anti-AEFW en la base. Amakusaplana acroporae es difícil de ver sobre esta especie porque las ramas gruesas ocultan las mordeduras. Revisa con lupa 10× la cara inferior de la colonia y el esqueleto muerto de la base, donde deposita las puestas. Los huevos sobreviven a cualquier baño: repite el dip (yodo Lugol 10 gotas/L, 10 min, o Bayer al 1 %) cada 7-10 días, tres rondas mínimo.
• Flujo también por debajo. Su forma de cojín crea una cámara de agua estancada bajo la colonia; ahí es donde aparece la necrosis basal en acuarios con flujo ascendente único. Colócala sobre roca viva con canales, nunca en la arena, y asegura corriente cruzada que barra la cara inferior.
• Nunca flujo laminar directo. La corriente constante incide sobre el coenosarc liso y provoca retracción del tejido en las puntas en 48-72 h. Busca movimiento aleatorio e indirecto: la colonia debe oscilar, no vibrar.
• PAR 200-350 µmol·m⁻²·s⁻¹. Aguanta menos luz que A. hyacinthus o A. formosa por su origen lagunar, pero se decolora por encima de 450 sin aclimatación. Sube la intensidad un 5 % semanal y mide con parmetro, no a ojo. Los morfos de puntas azul-violeta necesitan el extremo alto del rango y NO₃ bajo para mantener el color; los crema-marrón son mucho más permisivos.
• Nutrientes: no la ahogues con ULNS. Rinde con NO₃ 3-8 ppm y PO₄ 0,03-0,08 ppm. Por debajo de 1 ppm de nitrato se queda pálida y deja de extender ramas axiales; por encima de 0,2 ppm de fosfato se vuelve marrón oscuro pero no muere, algo impensable en otras Acropora.
• KH estable por encima de 7. Más que el valor absoluto importa la oscilación: variaciones superiores a 0,5 dKH/día le provocan puntas quemadas. Mantén 7,5-8,3 dKH con dosificador, no con adiciones manuales.
• Fragmentos con coralito axial. Corta piezas de 3-5 cm con al menos un coralito axial intacto; sin él, el fragmento se limita a incrustar y tarda meses en ramificar. Sujeta siempre por la base: las ramas gruesas se parten en la horquilla con una presión mínima.
• Conserva los cangrejos comensales. Trapezia y Tetralia defienden la colonia de gasterópodos y estrellas corallívoras y aportan nitrógeno localizado; si llegan en el fragmento, no los elimines.

11. 📅 CALENDARIO DE CUIDADOS

12. ✅ CONCLUSIÓN

Acropora loripes es probablemente la mejor acrópora para un acuarista que ya domina la química básica pero aún no quiere asumir la fragilidad de las especies de ramas finas. Su origen en lagunas turbias le otorga un margen real ante nutrientes elevados y variaciones térmicas que otras especies del género no toleran, y su crecimiento acopado permite planificar la ubicación con años de ant

🔎 ANÁLISIS AVANZADO: CASOS Y AJUSTES FINOS

El acoplamiento de Acropora loripes a la química del agua es más tolerante de lo que su morfología sugiere, pero exige estabilidad, no valores absolutos «perfectos». Mantenla en 7,0-8,0 dKH, Ca 420-450 mg/L, Mg 1290-1350 mg/L y salinidad 35 g/L; su hábitat natural incluye lagunas y laderas superiores con turbidez y nutrientes estacionales, por lo que soporta NO₃ 5-15 mg/L y PO₄ 0,03-0,10 mg/L sin necrosis, aunque el tejido vira a pardo-crema y pierde el azul o el verde pálido de las puntas. La deriva de KH es el factor crítico: variaciones superiores a 0,5 dKH en 24 h producen recesión en los ápices axiales. Aclimata por goteo largo (60-90 min) ajustando la densidad del agua de transporte; el estrés de envío deja los coralitos axiales blancos y sin pólipos extendidos durante 5-10 días. Con magnesio por debajo de 1250 mg/L el calcio precipita y el esqueleto de las ramas gruesas se vuelve poroso, punto de entrada habitual de organismos perforadores.

Acropora loripes carece de tentáculos barredores; compite mediante filamentos mesenteriales extrusionados con digestión extracorpórea y, sobre todo, por sombreado y sobrecrecimiento. Su forma corimbosa de ramas gruesas y convergentes crea un dosel compacto que aplasta literalmente a Seriatopora, Stylophora o pequeños Montipora situados a menos de 5-8 cm, pero pierde frente a A. millepora o A. formosa, de crecimiento más rápido. La competencia química real llega del exterior: Sinularia, Sarcophyton, Lobophytum y Zoanthus liberan cembranoides y terpenos que inhiben la calcificación y generan bandas necróticas en el borde enfrentado. Instala carbón activado (200-300 g por 500 L, recambio cada 3-4 semanas) si convives con blandos y separa los zoantídeos con roca muerta intermedia. Entre acroporas del mismo género la agresión es química y poco visible: la colonia dominante induce la expulsión de zooxantelas del competidor antes de que exista contacto físico.

El eje axial pálido y los coralitos de las puntas concentran pigmentos y zooxantelas aclimatadas a irradiancias altas, mientras el resto de la colonia queda sombreado por su propio dosel. Eso implica que subir el PAR de golpe quema las puntas (blanqueamiento apical selectivo) con la base intacta: incrementa un 10-15 % semanal hasta un rango de 180-350 µmol/m²/s con fotoperíodo de 10-12 h, y colócala en la mitad superior, nunca bajo foco directo de 400 µmol/m²/s o más. Poblaciones lagunares de esta especie pueden albergar Durusdinium, lo que explica su tolerancia térmica y su crecimiento lento. En flujo, su morfología corimbosa engrosa la capa límite: requiere 15-25 renovaciones/hora en régimen turbulento y alterno, no laminar. Con flujo insuficiente el sedimento se acumula en la axila de las ramas y desencadena necrosis basal; con flujo laminar directo y fuerte, el tejido de los ápices se erosiona.

Tres problemas raros pero característicos de la especie: primero, el cangrejo galícola Cryptochirus coralliodytes, que excava una cámara en la base y deforma la colonia; el bulto con dos orificios es el signo, no hay tratamiento y la colonia sobrevive, pero no fragmentes interpretando el abultamiento como crecimiento. Segundo, esponjas perforadoras del género Cliona que colonizan el esqueleto expuesto tras una recesión y vacían la rama desde dentro: cualquier rama hueca al partirla exige descarte y revisión de la roca circundante. Tercero, el ciliado Philaster lucinda, asociado a pérdida de tejido rápida en acroporas de importación: actúa en 24-48 h con agua a 26 °C y mucus abundante, así que fragmenta sano a 2 cm del borde necrótico al primer signo. Añade un sesgo de diagnóstico: la confusión con A. granulosa retrasa la detección de recesión lumínica, porque granulosa soporta PAR más alto.

❓ PREGUNTAS FRECUENTES

¿Cómo distingo Acropora loripes de otras acróporas corymbosas?

La colonia es corymbosa a cespitosa, con ramas gruesas y afiladas que se agrupan en tabiques poco definidos. El carácter diagnóstico es la corona de coralitos radiales tubulares y muy apresados que rodea al coralito axial, formando una roseta visible incluso a simple vista, con radiales de dos tamaños y axiales incipientes dispersos por los flancos de la rama. A. granulosa presenta además coralitos inmersos en forma de bolsillo, ausentes en loripes; A. nasuta carece de roseta y tiene ramificación más uniforme; A. valida tiende a formar platos con radiales más alargados y menos adpresos. El cenénquima es reticulado con espínulas finas. Color crema, beige o marrón pálido con puntas azul lavanda.

¿Qué parámetros químicos exactos necesita?

Salinidad 35 g/L (1.025–1.026), temperatura 25–26 °C, pH 8,1–8,4, kH 7,0–8,5 dKH, calcio 420–440 mg/L, magnesio 1300–1350 mg/L, nitrato 2–10 mg/L y fosfato 0,03–0,10 mg/L. El factor crítico no es el valor absoluto sino la estabilidad: no tolera oscilaciones de alcalinidad superiores a 0,5 dKH al día ni caídas de salinidad por reposición manual. A diferencia de A. aculeus o A. echinata, no es una especialista de aguas ultrapobres; en sistemas con nitrato inferior a 1 mg/L se decolora y pierde las puntas azules antes de mostrar crecimiento blanco en los ápices.

¿Qué iluminación y movimiento de agua requiere?

PAR de 250–400 µmol·m⁻²·s⁻¹ medido sobre la superficie de la colonia, con aclimatación desde 120–150 durante tres o cuatro semanas mediante reducción de fotoperiodo o filtros de malla. El espectro debe incluir contenido actínico real en 400–450 nm, no solo blanco frío. En corriente, exige flujo turbulento y alterno, con renovación del volumen de la zona de 15–20 veces por hora; el flujo laminar unidireccional deja zonas muertas en la base de las ramas donde aparece necrosis por hipoxia. Colócala en el tercio superior, orientada de modo que ninguna bomba la impacte frontalmente.

¿Es adecuada para quien empieza con SPS?

Es una segunda acrópora, no una primera. Tolera mejor las variaciones de nutrientes que las especies del grupo humilis y resiste nitrato de hasta 10 mg/L sin necrosis, pero sigue siendo muy sensible al kH inestable y a los picos de temperatura. Su crecimiento es moderado (2–4 cm anuales en ramas nuevas, más rápido en acuarios estables). Se recomienda partir de fragmentos de acuicultura, ya aclimatados a condiciones de acuario, y no de colonias silvestres recién importadas, que suelen entrar en RTN en las dos primeras semanas.

¿Qué plagas y patologías específicas debo vigilar?

El gusano plano devorador de acróporas, Amakusaplana acroporae, de 3–5 mm, translúcido y críptico, con masas de huevos esféricas bajo las ramas; se detecta con baño de cloruro potásico o yodo. Los «red bugs» Tegastes acroporanus aparecen como motas amarillentas de 0,5 mm; su tratamiento con milbemicina oxima es extraetiqueta. El síndrome de banda blanca y la necrosis rápida asociada a Vibrio suelen desencadenarse por estrés térmico o caída de alcalinidad. Revisa también caracoles vermétidos y macroalga en la base, que asfixian los coralitos inferiores.

¿Por qué pierde el azul de las puntas y cómo lo recupero?

El violeta-azul de los ápices proviene de cromoproteínas fluorescentes cuya expresión depende de la luz incidente y de la densidad de zooxantelas. Con nitrato por encima de 20 mg/L o fosfato superior a 0,2 mg/L la colonia se vuelve marrón uniforme; con nutrientes indetectables se produce un blanqueo de puntas por fotoinhibición. La recuperación exige 8–12 semanas con PAR estable en el rango alto, nitrato 5 mg/L y fosfato 0,05 mg/L. No hay evidencia científica de que el yodo o los aminoácidos potencien el color; la variabilidad genética entre líneas es, en la práctica, tan determinante como los parámetros.

📚 REFERENCIAS

• Brook, G. (1893). Catalogue of the Madreporarian Corals in the British Museum (Natural History), Vol. I. British Museum, Londres.
• Wallace, C.C. (1999). Staghorn Corals of the World: A Revision of the Genus Acropora. CSIRO Publishing, Collingwood.
• Veron, J.E.N. (2000). Corals of the World, Vol. 1. Australian Institute of Marine Science, Townsville.
• Borneman, E.H. (2001). Aquarium Corals: Selection, Husbandry and Natural History. Microcosm/TFH, Neptune City.
• Delbeek, J.C. y Sprung, J. (2005). The Reef Aquarium, Vol. 3: Science, Art and Technology. Ricordea Publishing, Coconut Grove.
• Rawlinson, K.A., Gillis, J.A., Billingsley, R.E. y Borneman, E.H. (2011). «Taxonomy and life history of the Acropora-eating flatworm Amakusaplana acroporae nov. gen. nov. sp.». Coral Reefs, 30(3): 693–705.

© 2026 Roberto Parra Jiménez – Biólogo Marino (UH Mānoa). Todos los derechos reservados.