Micromussa amakusensis

1. 🌏 INTRODUCCIÓN

Micromussa amakusensis (Veron, 1990) es un coral pétreo zooxantelado de la familia Lobophylliidae que durante más de veinte años se comercializó como Acanthastrea amakusensis. La especie se describió a partir de material de las islas Amakusa (Kumamoto, Kyushu, Japón) y se reconoce por sus coralitos pequeños —3 a 6 mm de diámetro—, cerioides, con paredes compartidas que dibujan un mosaico poligonal compacto. La colonia es incrustante a masiva, de contorno redondeado, y rara vez supera los 15-20 cm en el arrecife; en acuario crece como una placa que avanza sobre la roca a razón de 0,5-1,5 cm al mes en condiciones estables.

El rasgo que más confunde al aficionado es su parecido con Micromussa lordhowensis y con Acanthastrea echinata. Se distingue de la primera porque los coralitos de M. amakusensis miden menos de 6 mm frente a los 8-12 mm de M. lordhowensis, y porque su tejido es menos fleshy y sus septos muestran dientes triangulares altos y muy marcados, con lóbulos paliformes conspicuos en los septos ventrales. Frente a A. echinata, sus cálices son más pequeños, poco exsertos y la colonia es más plana y compacta que la del acantástero grande, que forma hemisferios carnosos.

La coloración es comparativamente sobria: base marrón oscura, gris-verdosa o azulada, con discos orales contrastados en verde pálido, crema o blanco sucio, y a veces un anillo rojizo o anaranjado en el borde del cáliz. Existen morfos azul acero y verde lima, pero no alcanza la paleta de rojos y verdes fluorescentes de M. lordhowensis; por eso su precio es menor y su valor real está en la robustez.

Es, en la práctica, uno de los LPS más recomendables para iniciarse en corales pétreos: soporta aguas con nutrientes altos (NO₃ 10-20 mg/L), oscilaciones térmicas y sedimentación, y responde muy bien a la alimentación con materia orgánica particulada. Su limitación no es la sensibilidad, sino la agresividad: como todos los Lobophylliidae, desarrolla filamentos extra-septales digestivos que necrosan tejido de corales vecinos en pocas horas, de modo que necesita una zona de exclusión de 5-8 cm alrededor.

2. 🧬 TAXONOMÍA Y CLASIFICACIÓN

La posición genérica cambió con las filogenias moleculares de la familia Mussidae sensu lato. Arrigoni y colaboradores (2016) demostraron que los múscidos del Indo-Pacífico no forman un clado con los atlánticos y resucitaron la familia Lobophylliidae, restringiendo Mussidae al Atlántico y el Caribe. En esa revisión, Acanthastrea amakusensis pasó al género Micromussa, donde convive con M. lordhowensis, M. minuta, M. multipunctata y M. pacifica. En las bases taxonómicas actuales el nombre aceptado es Micromussa amakusensis, aunque en el comercio persiste el binomio antiguo.

La identificación interespecífica en este grupo exige, en casos dudosos, examinar el esqueleto: el número de ciclos septales, la presencia de lóbulos paliformes y el patrón de gemación (extratentacular, con cálices hijos que comparten pared con el parental) son diagnósticos. Un ejemplar etiquetado como «Acan echinata» pequeño suele ser, en realidad, M. amakusensis. El género no presenta dimorfismo sexual ni fases medusoides: la reproducción es asexual por gemación intracalicular y sexual mediante liberación de gametos en la columna de agua.

3. 🗺️ ORIGEN Y HÁBITAT EN EL ARRECIFE

Su área de distribución abarca el Indo-Pacífico occidental y central: Japón meridional (Amakusa, Ryukyu, Ogasawara), Filipinas, Indonesia (Sulawesi, Molucas, Raja Ampat), Papúa Nueva Guinea, islas Salomón, Micronesia y la Gran Barrera de Coral australiana. No se cita del Índico occidental ni del mar Rojo, donde el nicho equivalente lo ocupan otras especies del género.

Vive entre 0 y 20 m de profundidad, con la mayor densidad de colonias por encima de los 12 m, en l

4. 🌿 MORFOLOGÍA Y CARACTERÍSTICAS

Micromussa amakusensis (Veron, 1990), descrita originalmente como Acanthastrea amakusensis y reubicada en Micromussa por Arrigoni et al. (2016), es un LPS de coralitos pequeños que construye colonias masivas de contorno redondeado o irregular, con la superficie superior aplanada o ligeramente convexa. Una colonia de 8-10 cm de diámetro reúne habitualmente entre 80 y 150 copas, densidad muy superior a la de Micromussa lordhowensis, cuyos coralitos miden 10-15 mm y son mucho más carnosos.

Los coralitos son cerioides: paredes compartidas, sin doble muro, y contorno poligonal —pentagonal o hexagonal— con diámetros de 4 a 9 mm, normalmente 5-7 mm. Cada copa presenta 12-24 septos en dos o tres ciclos; los internos alcanzan la columela y terminan en dientes triangulares agudos, mientras que los externos quedan como crestas bajas. La columela es trabecular, con 6-12 papilas, y no forma un botón compacto. Las costas son finas, poco exsertas y discontinuas, de modo que el esqueleto resulta ligero y quebradizo: se rompe con facilidad al manipularlo y conviene sostener la colonia por la base, nunca por las copas.

El coenosarc o tejido común es carnoso y cubre por completo el esqueleto, incluidos los bordes de la colonia. Con alimentación regular los pólipos se hinchan y el tejido puede sobresalir 2-3 mm por encima de las paredes, difuminando el patrón poligonal; en ayunas las copas se retraen y los septos quedan visibles. Los tentáculos son cortos, cónicos y se distribuyen en dos ciclos, habitualmente 12-20 por pólipo; permanecen plegados durante el día y se despliegan al apagar la luz o al detectar extracto de alimento. La respuesta de captura es rápida: un pólipo de 6 mm retiene mysis de 3-4 mm y lo introduce en la boca en menos de dos minutos.

Las zooxantelas son simbiontes del género Cladocopium (antes Symbiodinium clado C), densas en el tejido gastrodérmico. En morfos marrones, verdes y rojos apagados la contribución de las zooxantelas al color es dominante; los morfos rojo intenso, rosa o con bocas verdes deben buena parte de su pigmentación a proteínas fluorescentes del propio coral, y su color se apaga si se mantienen en sombra o con nitratos por debajo de 2 mg/L. La densidad de zooxantelas cae en exposiciones prolongadas a PAR alto sin aclimatación, lo que produce blanqueamiento parcial de las copas superiores.

5. 💧 PARÁMETROS, ILUMINACIÓN Y FLUJO

La combinación crítica para esta especie es KH estable con nutrientes no nulos. Un acuario de SPS con NO₃ en 0,5 mg/L y PO₄ en 0,01 mg/L mantiene la colonia viva pero con coenosarc fino y crecimiento casi nulo; si se sube la alimentación sin controlar el fosfato, el exceso se deposita entre coralitos y pudre la base. El flujo directo de una bomba a 20 cm provoca retracción permanente y erosión del tejido en el lado expuesto en una o dos semanas; el flujo nulo acumula detrito en las copas y desencadena necrosis séptica desde el centro

10. 💎 CONSEJOS DEL EXPERTO

Lo que diferencia a Micromussa amakusensis de cualquier otro LPS del acuario es su origen: procede de fondos blandos y taludes profundos y turbios del Indo-Pacífico (localidad tipo: islas Amakusa, Kyushu, Japón; 5–30 m), donde la luz es difusa y la materia orgánica abundante. Esa ecología explica su tolerancia a nutrientes altos y su intolerancia a los picos de alcalinidad. Los diez puntos siguientes son los que marcan la diferencia entre mantenerla viva y hacerla crecer.

• 1. Identificación antes que nada. Coralitos de 4–8 mm de diámetro, cerioides, con septos en 2–3 ciclos y paredes marcadamente granuladas (“verrugosas”). M. lordhowensis los tiene de 8–12 mm y perfil más carnoso; Acanthastrea echinata supera los 15 mm y muestra tentáculos largos de noche. Si tu colonia tiene coralitos pequeños y numerosos, es amakusensis.
• 2. Ubicación sobre superficie horizontal. Es incrustante: colócala sobre placa de roca plana o fragmento cerámico estable, nunca en pared vertical ni en voladizo. Fuera de la sombra de colonias mayores, porque su expansión lateral se detiene al tocar tejido ajeno.
• 3. PAR de 80–150 µmol/m²/s. Aclimata en 4–6 semanas desde el 50 % del valor final. Por encima de 200 µmol/m²/s pierde el patrón verde y muestra coralitos pálidos y translúcidos; no es blanqueo completo, pero es irreversible si se prolonga.
• 4. Corriente indirecta de 10–15× el volumen/hora. El flujo laminar directo impide la apertura de tentáculos y acumula detrito en los valles septales, que es donde arranca la necrosis. Busca movimiento alterno, tipo “oleaje”, a la altura de la colonia.
• 5. Alimenta de noche, con la bomba parada 10 minutos. Responde con tentáculos a mysis de 4–6 mm, copépodos y pellets de 0,8–1 mm. Con 60–80 coralitos, calcula 2–3 presas por coralito: unos 150–200 mg de alimento por sesión, 2–3 veces por semana. Aminoácidos 30 minutos antes de apagar la luz disparan la respuesta.
• 6. Nunca bajes el KH de golpe. Margen de 7,5–8,5 dKH, con oscilación máxima de 0,3 dKH/día. Es el parámetro que más colonias mata en esta especie, por delante de la temperatura.
• 7. Cuidado con el GFO y los absorbedores agresivos. Con PO₄ por debajo de 0,03 mg/L se retrae y adelgaza el tejido. Mantén NO₃ 2–10 mg/L y PO₄ 0,03–0,10 mg/L; es una especie que agradece agua “no estéril”.
• 8. Revisa de noche con linterna roja. Waminoa (platelmintos marrones traslúcidos) y pequeños cangrejos xántidos se instalan en la base. Los primeros se eliminan con baño de yodo (Lugol, 40 gotas/L, 12–15 min); los segundos, con pinzas y paciencia.
• 9. Brown jelly: actúa en horas. Tras una lesión o un pico térmico aparece una masa gelatinosa parda de ciliados. Aspira el tejido afectado, corta 5 mm por detrás del borde necrótico con dremel y baña en yodo. Sin intervención, una colonia de 8 cm se pierde en 48–72 h.
• 10. Fragmenta en otoño, no en verano. Corta con sierra de banda atravesando coralitos completos (nunca partiendo un pólipo por la mitad) y deja 1 cm de margen sano. Cicatrización en 2–3 semanas; crecimiento de 0,5–2 cm de diámetro al año, así que planifica a largo plazo.

11. 📅 CALENDARIO DE CUIDADOS

12. ✅ CONCLUSIÓN

Micromussa amakusensis es, probablemente, el LPS pequeño más subestimado del hobby: compite en color con M. lordhowensis y lo supera en rusticidad frente a nutrientes, pero exige a cambio dos cosas que muchos acuaristas no le dan: estabilidad de alcalinidad y una superficie horizontal donde incrustarse. Si le ofreces PAR moderado (80–150 µmol/m²/s), corriente alterna indirecta, KH clavado en 7,5–8,5 y alimentación nocturna regular, tendrás una colonia que duplica su diámetro cada 12–18 meses y que tolera sin drama un NO₃ de 10 mg/L.

Los errores que la matan son siempre los mismos y siempre evitables: colocarla en una pared vertical donde no puede expandirse, someterla a flujo laminar directo, arrastrarla con un GFO hasta PO₄ indetectable, ignorar un pico térmico estival o dejar avanzar una masa de brown jelly “para ver si remite”. Ninguno de ellos se corrige solo.

Con una revisión nocturna mensual, alimentación dos o tres veces por semana y un otoño dedicado a fragmentar, esta especie te dará colonias compactas de coralitos minúsculos con patrones de rayado fino que, a escala de 10 cm, no tiene ningún otro coral del arrecife. Es un coral de paciencia y de detalle: quien lo entiende, lo convierte en el centro de su zona baja.

🔎 ANÁLISIS AVANZADO: CASOS Y AJUSTES FINOS

Micromussa amakusensis tolera parámetros dentro de rangos marinos, pero su tejido fino y coralitos pequeños castigan la inestabilidad más que valores absolutos. Mantén salinidad 35,0 ±0,2 ppt (refractómetro calibrado), temperatura 24,5-26,0 °C, dKH 7,5-8,5 con variación <0,3 dKH/día, Ca 420-450 mg/L y Mg 1300-1350 mg/L; un Mg bajo desacopla la relación Ca/Alk y favorece retracción. Nutrientes: NO3 3-8 mg/L y PO4 0,03-0,08 mg/L son suficientes para su zooxantela sin disparar algas; valores indetectables durante semanas lo vuelven pálido y lento en deposición esquelética. No persigas cifras de SPS: este coral encrustante prioriza cobertura y puede detener el crecimiento con dKH >9,5 o salinidad fluctuante por reposición manual. Iodo no es imprescindible, pero 0,03-0,06 mg/L mantiene color si se dosifica con test fiable; evita yodo quelado fuerte. Mide alcalinidad a la misma hora y corrige con dosificadora, no con bolos. Cambios de agua del 10% semanal estabilizan trazas mejor que suplementos indiscriminados. La reposición de evaporación, con ósmosis a 25 °C y controlador de nivel, evita picos de salinidad que esta especie acusa con retracción de pólipos.

Micromussa amakusensis no desarrolla tentáculos barredores largos como Euphyllia, pero compite con filamentos digestivos y con crecimiento incrustante solapado; en contacto directo con Acanthastrea, Micromussa lordhowensis o Favia puede iniciar necrosis focal en 24-48 h. La competencia química es más insidiosa: sinuláridos y zoantídeos liberan terpenos y palitoxinas que inducen retracción persistente, pérdida de pigmento y reducción de extensión polipal, a menudo atribuida erróneamente a parámetros. Mantén separación física de 8-10 cm respecto a Sinularia, Sarcophyton, Lobophytum y colonias de Zoanthus/Palythoa, y coloca carbón activo a 0,5-1 mL/L con recambio cada 15 días; en acuarios con muchos corales blandos, 100-200 mL de carbón por 200 L y cambios de agua del 10% semanal reducen la carga alelopática. No uses carbón como excusa para hacinamiento. Si tras mover una colonia aparecen pólipos cerrados en el lado expuesto al coral blando, separa o interpone roca. La alelopatía no se corrige con aminoácidos.

Micromussa amakusensis responde a la luz con expansión de tejido y a la sombra con alargamiento de pólipos, pero no es un coral de penumbra extrema: 75-150 PAR con dominante azul (420-470 nm) y fotoperiodo de 8-10 h mantiene color sin blanquear. Un salto de 50 a 180 PAR en una semana provoca decoloración de la zooxantela y retracción de pólipos; aclimata en 3-4 semanas subiendo un 15-20% la intensidad o bajando la colonia 10 cm. El flujo debe ser indirecto y turbulento, 10-15 veces el volumen/hora, con movimiento oscilante que limpie el tejido sin golpear los coralitos; una corriente directa de bomba cercana erosiona el cenosarco y expone el esqueleto. Colócalo en roca estable, no en arena, a media altura y con sombra parcial en acuarios de LED potentes. Si los pólipos permanecen cerrados con luz y flujo correctos, revisa la dirección del flujo antes de cambiar la iluminación. Tras un cambio de pantalla, reduce el fotoperiod

🔎 ANÁLISIS AVANZADO: CASOS Y AJUSTES FINOS

Micromussa amakusensis calcifica de forma sostenida pero poco espectacular: una colonia de 20-25 cm² en un sistema de 200 L consume del orden de 0,4-0,6 dKH/día, de modo que mantener el KH entre 7,5 y 8,5 sin oscilaciones superiores a 0,3 dKH al día importa más que el valor absoluto. Calcio 420-440 mg/L, magnesio 1300-1350 mg/L y potasio 380-400 mg/L; por debajo de 350 mg/L aparece palidez en los pólipos centrales que se confunde con blanqueo por exceso de luz. Salinidad 34,5-35 ppt y temperatura 24-26 °C, con tolerancia puntual a 28 °C solo si la oxigenación es alta. A diferencia de un Acropora, admite nutrientes medios-altos: NO₃ 10-20 mg/L y PO₄ 0,05-0,15 mg/L mantienen el cenosarco grueso y la coloración roja o verde intensa; en ULNS (NO₃ <2 mg/L, PO₄ <0,03 mg/L) adelgaza tejido, reduce la expansión y puede desencadenar el desprendimiento de pólipos.

Es marcadamente agresivo pese a su tamaño: despliega tentáculos barrenderos cortos de 2-3 cm y, sobre todo, filamentos mesenteriales que digieren tejido ajeno en 24-72 h. La franja de seguridad frente a Acropora y Montipora es de 8-10 cm; a menor distancia, la necrosis basal del SPS aparece antes que cualquier señal visible en el Micromussa. Frente a otros LPS la jerarquía se invierte: Euphyllia y Catalaphyllia lo superan con tentáculos de 10-15 cm. La competencia química es menos visible pero real: sus exudados mucosos y aleloquímicos afectan a corales vecinos, y los zoantídeos lo invaden por crecimiento lateral. Carbón activo a 0,5-1 g/L con recambio quincenal rebaja la carga alelopática en sistemas densos, pero separar físicamente las colonias sigue siendo más eficaz que confiar en la dilución. Sobre roca compartida con Palythoa o Briareum, la colonia queda cubierta en pocos meses.

Iluminación: 100-200 µmol/m²/s de PAR medido con sensor, con pico de 250 en la cara superior. Subir de 15 en 15 µmol por semana es seguro; un salto de 100 a 250 PAR en 48 h provoca retracción de pólipos, reducción del cenosarco y blanqueo de la zona expuesta en 5-10 días, con recuperación lenta de 6-10 semanas. La coloración se intensifica en la franja baja-media, no en la alta. Flujo: 10-20 cm/s indirectos y turbulentos; por debajo, los detritos se acumulan entre los septos, proliferan cianobacterias y la recesión comienza por la base. Por encima de 25 cm/s mantenidos con boquilla dirigida, el margen del pólipo se retrae y deja esqueleto blanco expuesto en una o dos semanas. El indicador práctico es la expansión: pólipos redondeados y abiertos con tentáculos nocturnos indican ajuste correcto; pólipos hinchados y brillantes de día sugieren exceso de luz o corriente insuficiente.

Patologías poco frecuentes: la «gelatina marrón» (ciliados tipo Helicostoma/Uronema) aparece tras heridas de fragmentación o transporte y avanza 2-3 pólipos al día; extirpar las cabezas afectadas cortando en esqueleto sano y aplicar baño de Lugol al 5 % (4-5 ml/L, 8-10 min) con el coral en corriente fuerte frena el proceso. El bailout de pólipos es respuesta a estrés crónico —KH inestable, ULNS o caída de densidad—; las cabezas liberadas pueden refijarse si el flujo es bajo. La necrosis basal por sombreado en colonias grandes se corrige elevando la pieza sobre un soporte, no subiendo la iluminación. Esponjas perforantes (Cliona) y platelmintos acelos sobre el cenosarco exigen revisión con lupa; para los segundos, baño de praziquantel a 5 mg/L durante 6 h antes del montaje.

🔎 ANÁLISIS AVANZADO: CASOS Y AJUSTES FINOS

Acoplamiento a parámetros. Micromussa amakusensis calcifica despacio —del orden de 2-4 mm de radio esquelético al año en condiciones óptimas—, de modo que los errores de dosificación se acumulan de forma silenciosa durante meses antes de manifestarse. El acoplamiento crítico no es el valor absoluto, sino la relación Ca/KH: sostenga el carbonato en 7,5-8,2 dKH y el calcio en 420-440 mg/L de forma simultánea; un KH de 8 con calcio de 360 mg/L delata desequilibrio iónico y se traduce en coenosarcio retraído en el margen del pólipo. El magnesio debe mantenerse en 1320-1380 mg/L: por debajo de 1250 el coral precipita carbonato de forma errática y aparece recesión basal difusa. Los nitratos moderados-altos (8-15 mg/L) no le perjudican, pues procede de lagunas turbias, pero con PO₄ por debajo de 0,02 mg/L el color se apaga y el tejido se vuelve translúcido. Ajuste el KH con la iluminación encendida y pH superior a 8,1 para evitar precipitación local de carbonato sobre la superficie del coral.

Competencia química entre corales. Libera metabolitos lipofílicos y digiere competidores con filamentos mesentéricos, pero su arma más eficaz es pasiva: el crecimiento en domo que sombrea y asfixia a los vecinos. La guerra química importa más de lo que parece: a menos de 10-12 cm de un Sarcophyton o Sinularia, los terpenos disueltos inducen necrosis por bandas en el margen expuesto, avanzando 1-2 mm al día. Frente a otras Micromussa y Acanthastrea el resultado depende del tamaño: la colonia mayor digiere a la menor en 3-5 días, así que no las fije a menos de 15 cm. Galaxea y Euphyllia ganan siempre por tentáculos barrenderos nocturnos. Emplee carbón activado a 100-150 g por 500 L, renovado cada tres semanas; si detecta retracción de pólipos sin causa aparente, un cambio de agua del 20 % más carbón nuevo revierte el cuadro en 48-72 h. El espaciado generoso sale más barato que cualquier reactor.

Respuesta a cambios de luz y flujo. Su hábitat natural —fondos lagunares someros con sedimentación— le impone una ventana lumínica estrecha: 60-150 µmol·m⁻²·s⁻¹ de PAR, con picos puntuales. Subir de 150 a 350 µmol en una semana provoca blanqueamiento parcial en 10-14 días, y la recolonización de zooxantelas tarda de 4 a 8 semanas, no días. Escalone los cambios un 10-15 % semanal y mantenga fotoperiodo estable de 10-11 h. El flujo idóneo es aleatorio y moderado (5-8 renovaciones/hora, indirecto); la corriente laminar directa erosiona el coenosarcio entre pólipos y bloquea la extensión de tentáculos para capturar alimento. Con flujo insuficiente se acumula detrito en las cúpulas y prolifera cianobacteria en el borde. Una jeringa de 3 ml dirigida a las bocas una vez por semana es el mejor diagnóstico: si el agua sale turbia, el flujo interno es deficiente. Observe la extensión de tentáculos 30 minutos después del apagado; es el indicador más fiable de estrés lumínico o hidrodinámico.

Solución de problemas poco frecuentes. Cuando la colonia pierde tejido en el centro y no en los bordes, sospeche hipoxia local: el detrito retenido en las cúpulas genera bolsas anaerobias y bacterias sulfatorreductoras; sifonee con jeringa y revise el flujo interno. Otra causa infradiagnosticada es el contacto con masilla epoxi sin curar: reacciona con recesión anular en 24-48 h, así que cure la resina 24 h en agua aparte antes de fijar la colonia. El bailout de pólipos —desprendimiento de cálices individuales— aparece tras dips de yodo sobredosificados (por encima de 5 ml/L) o hipersalinidad transitoria (>37 ppt). Una patología rara es la infección por ciliados tipo Philaster, visible como hilos blanquecinos en un coral recién fragmentado: corte 5 mm por detrás del margen y baño de yodo a 2 ml/L durante 8 minutos. Por último, muchos «amakusensis» del comercio son en realidad M. lordhowensis; verifique cálices irregulares menores de 5 mm antes de aplicar cualquier protocolo.

❓ PREGUNTAS FRECUENTES

¿Cómo diferencio Micromussa amakusensis de M. lordhowensis?

El criterio práctico es el tamaño y la geometría del cáliz. M. amakusensis tiene cálices de 3–7 mm de diámetro frente a los 8–14 mm de M. lordhowensis, con septos exertos en dos o tres órdenes (24–40) que se continúan como costas entre cálices contiguos, de modo que la colonia muestra un reticulado continuo. El disco oral es pequeño y lleva un patrón radiado de líneas claras, verdosas o rosadas sobre fondo marrón, con el centro frecuentemente anaranjado. M. lordhowensis presenta un coenosarcos carnoso que cubre parcialmente los septos y polyps notablemente mayores. Ambas especies fueron descritas en Acanthastrea y se trasladaron a Micromussa en la revisión de Arrigoni et al. (2016).

¿Dónde vive en la naturaleza y qué implica en el acuario?

Descrita en Amakusa (Kyushu, Japón), su distribución abarca el Indo-Pacífico occidental: Ryukyu, Taiwán, Filipinas, Indonesia, Papúa Nueva Guinea y el norte de la Gran Barrera. Es una especie críptica: coloniza taludes protegidos, extraplomos y grietas entre 10 y 40 m de profundidad, en aguas con sedimentación moderada y luz atenuada. En el acuario esto se traduce en colocar la colonia en la parte baja del paisaje, bajo salientes o en zonas de sombra parcial. La irradiancia alta sostenida provoca retracción del pólipo, pérdida de coloración y blanqueamiento parcial en dos o tres semanas.

¿Qué iluminación y circulación necesita?

Rango recomendado de 50–150 µmol·m⁻²·s⁻¹ (PAR), con tolerancia hasta ~200 tras aclimatación lenta de 4–6 semanas. Espectro completo con predominio de azules; los LED muy blancos y directos la castigan. La circulación debe ser indirecta y aleatoria, 5–10 cm·s⁻¹: suficiente para renovar el agua sobre el tejido sin batir el coenosarcos. Evita bombas dirigidas de forma laminar al coral, que producen recesión tisular en los bordes expuestos. Es una especie que acepta bien zonas de baja energía donde otros LPS de Lobophylliidae se resentirían.

¿Hay que alimentarla? ¿Con qué y cada cuánto?

Es zooxantelada, así que no depende de la captura de presas, pero la alimentación dirigida acelera el crecimiento y mejora la saturación de color. Extiende tentáculos de noche: administra mysis, krill picado o pellets de 1 mm, 2–3 veces por semana, 2–3 piezas por boca, con jeringa y campana protectora para que no las roben los camarones. La respuesta se mide en 24 h (pólipos más hinchados y bordes extendidos). Evita el alimento en suspensión abundante: eleva nitratos y fosfatos sin beneficio proporcional para un coral de pólipo tan pequeño.

¿Qué parámetros químicos exige?

Temperatura 24–26 °C (máximo puntual 28), densidad 1.025–1.026 (35 g·L⁻¹), alcalinidad 7,5–9,0 dKH, calcio 410–450 mg·L⁻¹, magnesio 1280–1350 mg·L⁻¹, nitrato 2–10 mg·L⁻¹ y fosfato 0,03–0,08 mg·L⁻¹. Tolera niveles de nutrientes moderados, típicos de su hábitat con sedimentación, pero es muy sensible a las oscilaciones bruscas de salinidad y alcalinidad: desviaciones de más de 1 dKH en un día provocan recesión del tejido basal. Prioriza estabilidad sobre valores «perfectos».

¿Cómo se fragmenta y qué problemas sanitarios presenta?

Corta con sierra de banda o Dremel atravesando el esqueleto y el coenosarcos

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